Menetukan nilai hemaktokrit (% volume eritrosit di dalam darah dengan metode Makrohematokrit.
Dasar Teori
Darah adalah suatu fluida (yang dinamakan plasma) tempat beberapa bahan terlarut dan tempat eritrosit, leukosit dan beberapa bahan lain yang tersuspensi. Sistem peredaran darah terdiri dari jantung(yang merupakan pusat pemompaan darah), arteri (pembuluh darah dari jantung), kapiler (yang menghubungkan arteri dengan vena) dan vena (pembuluh darah yang menuju jantung). Sistem peredaran darah pada ikan disebut sistem peredaran darah tunggal. Yang dimaksud dengan peredaran darah tunggal adalah dimana darah hanya satu kali saja melewati jantung. Darah yang terkumpul dari seluruh tubuh masuk ke atrium. Pada saat relaksasi, darah mengalir pada sebuah katup kedalam ventrikel yang berdinding tebal. Kontraksi dari ventrikel ini sangat kuat sehingga menyebabkan darah keluar menuju jaringan kapiler insang lalu dari insang darah mengalir ke jaringan kapiler lain dalam tubuh. Pertukaran zat-zat pun terjadi pada saat pengaliran darah ini.
Darah berfungsi mengedarkan suplai makanan kepada sel-sel tubuh, membawa oksigen ke jaringan-jaringan tubuh, membawa hormon dan enzim ke organ yang memerlukan. Pertukaran oksigen terjadi dari air dengan karbondioksida terjadi pada bagian semipermeable yaitu pembuluh darah yang terdapat di daerah insang. Selain itu, di daerah insang terjadi pengeluaran kotoran yang bernitrogen.
Melalui sel darah, suatu organisme dapat pula diketahui sampai mana organisme tersebut mengalami pencemaran, baik itu dari media hidupnya dimana kualitas air tidak memenuhi syarat. Untuk mengetahui lebih lanjut dapat kita lihat dari presentase hematokrit yang terkandung dalam darah
Pemeriksaan hematologi merupakan sekelompok pemeriksaan laboratorium yang terdiri atas beberapa macam pemeriksaan. Pemeriksaan darah rutin meliputi hemoglobin, jumlah lekosit, hitung jenis lekosit, Laju Endap Darah (LED). Pemeriksaan darah khusus meliputi gambaran darah tepi, jumlah eritrosit, hematokrit, indeks eritrosit, jumlah retikulosit dan jumlah trombosit (Budiwiyono, dkk, 1995).
Pemeriksaan hematokrit merupakan salah satu pemeriksaan darah khusus yang sering dikerjakan dilaboratorium berguna untuk membantu diagnosa berbagai penyakit diantaranya Demam Berdarah Dengue (DBD), anemia, polisitemia. Penetapan nilai hematokrit dapat dilakukan dengan cara makro dan mikro. Pada cara makro digunakan tabung wintrobe, sedangkan pada cara mikro digunakan pipet kapiler (Wirawan, dkk, 1996).
Metode pemeriksaan secara mikro berprinsip pada darah yang dengan antikoagulan dicentrifuge dalam jangka waktu dan kecepatan tertentu, sehingga sel darah dan plasmanya terpisah dalam keadaan mapat. Prosentase volum kepadatan sel darah merah terhadap volume darah semula dicatat sebagai hasil pemeriksaan hematokrit (Gandasoebrata, 2008).
Untuk pemeriksaan-pemeriksaan hematologi dan pemeriksaan lain yang menggunakan darah sebagai bahan pemeriksaan, pengambilan darah penderita (sampling) merupakan awal pemeriksaan yang harus dikerjakan dengan benar karena akan sangat menentukan hasil pemeriksaan (Purwanto, 1996). Pemeriksaan hematokrit dapat diukur dengan menggunakan darah vena atau darah kapiler (Gandasoebrata, 2008). Darah kapiler digunakan bila jumlah darah yang dibutuhkan hanya sedikit, sedangkan bila jumlah darah yang dibutuhkan lebih dari 0,5 ml lebih baik menggunakan darah vena (Kiswari dan Agung, 2005).
Hematokrit atau volume eritrosit yang dimampatkan (packed cell volume, PCV) adalah persentase volume eritrosit dalam darah yang dimampatkan dengan cara diputar pada kecepatan tertentu dan dalam waktu tertentu. Tujuan dilakukannya uji ini adalah untuk mengetahui konsentrasi eritrosit dalam darah. Berdasarkan reprodusibilitas dan sederhananya, pemeriksaan ini paling dapat dipercaya di antara pemeriksaan yang lainnya, yaitu kadar hemoglobin dan hitung eritrosit. Dapat dipergunakan sebagai tes penyaring sederhana terhadap anemia.
Lokasi pengambilan darah kapiler pada orang dewasa dipakai ujung jari atau cuping telinga sedangkan lokasi pengambilan darah vena pada orang dewasa pada dasarnya semua vena superfisial dapat dipakai namun yang sering digunakan ialah vena mediana cibiti karena mempunyai fiksasi yang lebih sehingga memudahkan pada saat sampling (Gandasoebrata, 2008).
Hematokrit atau volume eritrosit yang dimampatkan (packed cell volume, PCV) adalah persentase volume eritrosit dalam darah yang dimampatkan dengan cara diputar pada kecepatan tertentu dan dalam waktu tertentu. Tujuan dilakukannya uji ini adalah untuk mengetahui konsentrasi eritrosit dalam darah.
Berdasarkan reprodusibilitas dan sederhananya, pemeriksaan ini paling dapat dipercaya di antara pemeriksaan yang lainnya, yaitu kadar hemoglobin dan hitung eritrosit. Dapat dipergunakan sebagai tes penyaring sederhana terhadap anemia.
Nilai hematokrit atau PCV dapat ditetapkan secara automatik menggunakan hematology analyzer atau secara manual. Metode pengukuran hematokrit secara manual dikenal ada 2, yaitu :
1.Metode makrohematokrit
Pada metode makro, sebanyak 1 ml sampel darah (darah EDTA atau heparin) dimasukkan dalam tabung Wintrobe yang berukuran panjang 110 mm dengan diameter 2.5-3.0 mm dan berskala 0-10 mm. Tabung kemudian disentrifus selama 30 menit dengan kecepatan 3.000 rpm. Tinggi kolom eritrosit adalah nilai hematokrit yang dinyatakan dalam %.
2.Metode mikrohematokrit
Pada metode mikro, sampel darah (darah kapiler, darah EDTA, darah heparin atau darah amonium-kalium-oksalat) dimasukkan dalam tabung kapiler yang mempunyai ukuran panjang 75 mm dengan diameter 1 mm. Tabung kapiler yang digunakan ada 2 macam, yaitu yang berisi heparin (bertanda merah) untuk sampel darah kapiler (langsung), dan yang tanpa antikoagulan (bertanda biru) untuk darah EDTA/heparin/amonium-kalium-oksalat.
Prosedur pemeriksaannya adalah : sampel darah dimasukkan ke dalam tabung kapiler sampai 2/3 volume tabung. Salah satu ujung tabung ditutup dengan dempul (clay) lalu disentrifus selama 5 menit dengan kecepatan 15.000 rpm. Tinggi kolom eritrosit diukur dengan alat pembaca hematokrit, nilainya dinyatakan dalam %.
Metode mikrohematokrit lebih banyak digunakan karena selain waktunya cukup singkat, sampel darah yang dibutuhkan juga sedikit dan dapat dipergunakan untuk sampel tanpa antikoagulan yang dapat diperoleh secara langsung.
Pada sampling darah vena pemakaian ikatan pembendung yang terlalu lama atau kuat dapat mengakibatkan hemokonsentrasi. Hemolisis juga dapat terjadi jika spuit dan jarum yang digunakan basah atau tidak melepaskan jarum spuit terlebih dahulu ketika memasukkan darah ke dalam botol sampel (Gandasoebrata, 2008). Sampling darah kapiler lebih mudah dibanding dengan sampling yang lain. Namun tempat penusukan harus baik, aliran darah lancar dan tidak boleh ada perdangan. Ujung jari yang ditekan-tekan dapat menyebabkan tercampurnya darah kapiler dengan cairan jaringan (Purwanto, 1996).
Darah kapiler dan darah vena mempunyai susunan darah berbeda. Packed Cell Volume (PCV) atau hematokrit, hitung jumlah sel darah merah, hemoglobin pada darah kapiler sedikit lebih rendah dari pada darah vena (Purwanto, 1996). Total lekosit dan jumlah netrofil lebih tinggi darah kapiler sekitar 8%, jumlah monosit sekitar 12%, sebaliknya jumlah trombosit lebih tinggi darah vena dibanding darah kapiler. Perbedaan sekitar 9% atau 32 % pada keadaan tertentu. Terjadinya ini mungkin berkaitan dengan adhesi trombosit pada tempat kebocoran kulit (Dacie and Lewis, 2002).
Alat Dan Bahan :
1.Tabung Wintrob berskal 0-10
2.Alat pusing biasa (centrifuge)
3.Pipet berujung panjang (pipet Pasteur)
4.Antikoagulan : Na sitrat 3,8 %
5.Alat untuk mengambil darah
ProsedurKerja
1.Dengan menggunakan pipet Pasteur isi tabung Wintrob dengan darah yang telah dicampur dengan antikoagulan sampai tinggi darah dalam tabung 3,2
2.Kemudian diisi dengan akuades sama banyak 3,2
3.Lakukan pada tabung lain sebanyak 3 tabung
4.Pusingkan dengan centrifuge pada kecepatan 3000 rpm selama 5 menit
Hasil Pengamatan
1.Tinggi darah dalam tabung : 3,2
2.Akuades yang diisi : 3,2
3.Di centrifugasi selama 5 menit
4.Endapan= 0,5/3,2 X 100%
= 15.625%
Pembahasan
Hematokrit adalah persentase volume seluruh SDM yang ada dalam darah yang diambil dalam volume tertentu. Untuk tujuan ini, darah diambil dengan semprit dalam suatu volume yang telah ditetapkan dan dipindahkan kedalam suatu tabung khusus berskala hematokrit. Untuk pengukuran hematokrit ini darah tidak boleh dibiarkan menggumpal sehingga harus diberi anti koagulan. Setelah tabung tersebut dipusingkan / sentripus dengan kecepatan dan waktu tertentu, maka SDM akan mengendap. Dari skala Hematokrit yang tertulis di dinding tabung dapat dibaca berapa besar bagian volume darah seluruhnya. Nilai hematokrit yang disepakati normal pada laki – laki dewasa sehat ialah 45% sedangkan untuk wanita dewasa adalah 41%.
Darah dengan antikogulan isotonic dalam tabung dipusing selama 30 menit dengan kecepatan 3000 rpm sehingga eritrosit dipadatkan kecepatan 3000 rpm sehingga eritrosit dipadatkan membuat kolom dibagian bawah dan tabung tingginya kolom mencerminkan nilai hematokrit. Intinya Darah dicentrifuge supaya eritrosit mengendap.
Prinsip pemeriksaan hematokrit cara manual yaitu darah yang mengandung antikoagulan disentrifuse dan total sel darah merah dapat dinyatakan sebagai persen atau pecahan desimal. Penetapan nilai hematokrit cara manual dapat dilakukan dengan metode makrohematokrit atau metode mikrohetokrit. Pada cara makrohematokrit digunakan tabung Wintrobe yang mempunyai diameter dalam 2,5 – 3 mm,panjang 110 mm dengan skala interval 1 mm sepanjang 100 mm dan volumenya ialah 1 ml. pada cara mikrohematokrit digunakan tabung kapiler yang panjangnya 75 mm dan diameter dalam 1 mm, tabung ini ada dua jenis, ada yang dilapisi antikoagulan Na2EDTA atau heparin dibagian dalamnya dan ada yang tanpa koagulan. Tabung kapiler dengan anti koagulan dipakai bila menggunakan darah tanpa anti koagulan seperti darah kapiler, sedangkan tabung kapiler dengan antikoagulan dipakai bila menggunakan darah dengan anti koagulan seperti darah vena. Metode mikrohematokrit mempunyai keunggulan lebih cepat dan sederhana. Metode mikrohematokrit proporsi plasma dan eritrosit (nilai hematokrit) dengan alat pembaca skala hematokrit.
Metode pemeriksaan secara mikro berprinsip pada darah yang dengan antikoagulan dicentrifuge dalam jangka waktu dan kecepatan tertentu, sehingga sel darah dan plasmanya terpisah dalam keadaan mapat. Prosentase volum kepadatan sel darah merah terhadap volume darah semula dicatat sebagai hasil pemeriksaan hematokrit.
Pertama-tama, tabung Wintrobe diisi dengan darah antikoagulan. Kemudian masukkan tabung tersebut ke dalam sentrifuge (pemusing) yang cukup besar, pusinglah selama 5 menit dengan kecepatan 3000 rpm.
Bacalah hasilnya dengan memperhatikan :
·Warna plasma di atas : warna kuning itu dapat dibandingkan dengan larutan kaliumbicarbonat dan intensitasnya disebut dengan satuan. Satu satuan sesuai dengan warna kaliumbicarbonat 1 : 10000.
·Tebalnya lapisan putih di atas sel-sel merah yang tersusun dari leukosit dan trombosit (buffy coat)
·Volume sel-sel darah merah
Dari hasil percobaan yang dilakukan didapatkan hasil, yaitu persentase hematokrit yang menunjukan nilai persentase sel darah merah. Pada percobaan kelompok didapatkan nilai hematokritnya 15,6% . Hal ini berarti darahnya terdiri dari 15,6% sel darah.
Kesimpulan
Hematokrit adalah persentase volume seluruh SDM yang ada dalam darah yang diambil dalam volume tertentu. Untuk tujuan ini, darah diambil dengan semprit dalam suatu volume yang telah ditetapkan dan dipindahkan kedalam suatu tabung khusus berskala hematokrit. Untuk pengukuran hematokrit ini darah tidak boleh dibiarkan menggumpal sehingga harus diberi anti koagulan. Setelah tabung tersebut dipusingkan / sentripus dengan kecepatan dan waktu tertentu, maka SDM akan mengendap. Dari skala Hematokrit yang tertulis di dinding tabung dapat dibaca berapa besar bagian volume darah seluruhnya. Nilai hematokrit yang disepakati normal pada laki – laki dewasa sehat ialah 45% sedangkan untuk wanita dewasa adalah 41%.
Dari hasil percobaan yang dilakukan didapatkan hasil, yaitu persentase hematokrit yang menunjukan nilai persentase sel darah merah. Pada percobaan kelompok didapatkan nilai hematokritnya 15,6% . Hal ini berarti darahnya terdiri dari 15,6% sel darah.
Auxin adalah salah satu hormon tumbuh yang tidak terlepas dari proses pertumbuhan dan perkembangan (growth and development) suatu tanaman. Hasil penemuan Kogl dan Konstermans (1934) dan Thymann (1935) mengemukakan bahwa Indole Acetic Acid (IAA) adalah suatu auxin.
Di dalam alam, stimulasi auxin pada pertumbuhan celeoptile ataupun pucuk suatu tanaman, merupakan suatu hal yang dapat dibuktikan. Praktek yang mudah dalam pembuktian kebenaran diatas dapat dilakukan dengan Bioassay method yaitu dengan the straight growth tets dan curvature test.
Menurut Larsen (1944), Indoleacetaldehyde diidentifikasikan sebagai bahan auxin yang aktif dalam tanaman, selanjutnya ia mengemukakan bahwa zat kimia tersebut aktif dalam menstimulasi pertumbuhan kemudian berubah menjadi IAA. Perubahan tersebut menurut Gordon (1956) adalah perubahan dari Trypthopan menjadi IAA
Tryptamine sebagai salah satu zat organik, merupakan salah satu zat yang terbentuk dalam biosintesis IAA. Dalam hal ini perlu dikemukakan dalam tanaman fanili Cruciferae dan merupakan zat yang dapat dikelompokan ke dalam auxin (Jones et al, 1952). Menurut Thimann dan Mahadevan (1958), zat tersebut atas bantuan enzym nitrilase dapat membentuk auxin. Ahli lainnya (Cmelin dan Virtanen, 1961) menerangkan bahwa Indoleacetonitrile yang terdapat pada tanaman, terbentuk dari Glucobrassicin atas aktivitas enzym Myrosinase. Dan zat organik lain (Indoleethanol) yang terbentuk dari Trypthopan dalam biosin. Thesis IAA adalah atas bantua bakteri (Rayle dan Purves, 1976).
Metabolisme Auxin
Hasil penelitian terhadap metabolisme auxin menunjukan bahwa konsentrasi auxin di dalam tanaman mempengaruhi pertumbuhan tanaman. Adapun faktor-faktor yang mempengaruhi konsentrasi IAA ini adalah :
a. Sintesis Auxin
b. Pemecahan Auxin
c. In-aktifnya IAA sebagai akibat proses pemecahan molekul.
Sebagaimana diketahui, IAA adalah endogeneous auxin yang terbentuk dari Trypthopan yang merupakan suatu senyawa dengan inti Indole dan selalu terdapat dalam jaringan tanaman di dalam proses biosintesis. Trypthopan berubah menjadi IAA dengan membentuk Indole pyruvic acid dan Indole-3-acetaldehyde. Tetapi IAA ini dapat pula terbentuk dari Tryptamine yang selanjutnya menjadi Indole-3-acetaldehyde, selanjutnya menjadi Indole-3-acetid acid (IAA). Sedangkan mengenai perubahan Indole-3-acetonitrile menjadi IAA dengan bantuan enzym nitrilase prosesnya masih belum diketahui.
Pemecahan IAA dapat pula terjadi di dalam alam. Hal ini sebagai akibat adanya photo oksidasi dan enzyme. Dalam peristiwa photo oksidasi ini, pigmen pada tanaman akan menyerap cahaya kemudian energi ini dapat mengoksidasi IAA. Adapun pigmen yang berperan dalam photo oksidasi ialah Ribovlavin dan B-Carotene.
Ada hubungan yang berbanding terbalik antara aktivitas oksidasi IAA dengan kandungan IAA dalam tanaman. Dalam hal ini apabila kandungan IAA tinggi, maka aktivitas IAA oksidasi menjadi rendah, begitu pula sebaliknya. Di dalam daerah meristematic yang kadar auxinnya tinggi, ternyata aktivitas IAA oksidasinya rendah. Sedangkan di daerah perakaran yang kandungan auxinnya rendah, ternyata aktivitas IAA oksidasinya tinggi.
Proses lain yang menyebabkan inaktifnya IAA ialah karena adanya degradasi oleh photo oksidasi atau aktivitas suatu enzym.
Struktur molekul dan aktivitas auxin
Menurut Koeffli, Thimann dan went (1966), aktivitas auxsin ditentukan oleh :
a. adanya struktur cincin yang tidak jenuh,
b. adanya rantai keasaman (acid chain)
c. pemisahan karboksil grup (-COOH) dari struktur cincin.
d. Adanya pengaturan ruangan antara struktur cincin dengan rantai keasaman.
Keempat persyaratan diatas merupakan faktor yang menentukan terhadap aktivitas auxin.
Tentang sifat dari rantai keasaman, Koeffli (1966) menerangkan bahwa posisi dan panjang rantai keasaman, berpengaruh terhadap aktivitas auxin. Rantai yang mempunyai karboksil grup dipisahkan oleh karbon atau karbon dan oksigen akan memberikan aktivitas yang normal.
Arti Auxin Bagi Fisiologi Tanaman.
Auxin sebagai salah satu hormon tumbuh bagi tanaman mempunyai peranan terhadap pertumbuhan dan perkembangan tanaman. Dilihat dari segi fisiologi, hormon tumbuh ini berpengaruh terhadap :
a. Pengembangan sel
b. Phototropisme
c. Geotropisme
d. Apical dominasi
e. Pertumbuhan akar (root initiation)
f. Parthenocarpy
g. Abisission
h. Pembentukan callus (callus formation) dan
i. Respirasi
a.Pengembangan sel
Dari hasil studi tentang pengaruh auxin terhadap perkembangan sel, menunjukan bahwa terdapat indikasi yaitu auxin dapat menaikan tekanan osmotik, meningkatkan permeabilitas sel terhadap air, menyebabkan pengurangan tekanan pada dinding sel, meningkatkan sintesis protein, meningkatkan plastisitas dan pengembangan dinding sel.
Dalam hubungannya dengan permeabilitas sel, kehadiran auxin meningkatkan difusi masuknya air ke dalam sel. Hal ini ditunjang oleh pendapat Cleland dan Brustrom (1961) bahwa auxin mendukung peningkatan permeabilitas masuknya air ke dalam sel.
b.Phototropisme
Suatu tanaman apabila disinari suatu cahaya, maka tanaman tersebut akan membengkok ke arah datangnya sinar. Membengkoknya tanaman tersebut adalah karena terjadinya pemanjangan sel pada bagian sel yang tidak tersinari lebih besar dibanding dengan sel yang ada pada bagian tanaman yang tersinari. Perbedaan rangsangan (respond) tanaman terhadap penyinaran dinamakan phototropisme.
Terjadinya phototropisme ini disebabkan karena tidak samanya penyebaran auxin di bagian tanaman yang tidak tersinari dengan bagian tanaman yang tersinari. Pada bagian tanaman yang tidak tersinari konsentrasi auxinnya lebih tinggi dibanding dengan bagian tanaman yang tersinari.
c.Geotropisme
Geotropisme adalah pengaruh gravitasi bumi terhadap pertumbuhan organ tanaman. Bila organ tanaman yang tumbuh berlawanan dengan gravitasi bumi, maka keadaan tersebut dinamakan geotropisme negatif. Contohnya seperti pertumbuhan batang sebagai organ tanaman, tumbuhnya kearah atas. Sedangkan geotropisme positif adalah organ-organ tanaman yang tumbuh kearah bawah sesuai dengan gravitasi bumi. Contohnya tumbuhnya akar sebagai organ tanaman ke arah bawah.
Keadaan auxi dalam proses geotropisme ini, apabila suatu tanaman (celeoptile) diletakan secara horizontal, maka akumulasi auxin akan berada di dagian bawah. Hal ini menunjukan adanya transportasi auxin ke arah bawah sebagai akibat dari pengaruh geotropisme. Untuk membuktikan pengaruh geotropisme terhadap akumulasi auxin, telah dibuktikan oleh Dolk pd tahun 1936 (dalam Wareing dan Phillips 1970). Dari hasil eksperimennya diperoleh petunjuk bahwa auxin yang terkumpul di bagian bawah memperlihatkan lebih banyak dibanding dengan bagian atas.
Sel-sel tanaman terdiri dari berbagai komponen bahan cair dan bahan padat. Dengan adanya gravitasi maka letak bahan yang bersifat cair akan berada di atas. Sedangkan bahan yang bersifat padat berada di bagian bawah. Bahan-bahan yang dipengaruhi gravitasi dinamakan statolith (misalnya pati) dan sel yang terpengaruh oleh gravitasi dinamakan statocyste (termasuk statolith).
d.Apical dominance
Di dalam pola pertumbuhan tanaman, pertumbuhan ujung batang yang dilengkapi dengan daun muda apabila mengalami hambatan, maka pertumbuhan tunas akan tumbuh ke arah samping yang dikenal dengan "tunas lateral" misalnya saja terjadi pemotongan pada ujung batang (pucuk), maka akan tumbuh tunas pada ketiak daun. Fenomena ini kita namakan "apical dominance"
Hubungan antara auxin dengan apical dominance pada suatu tanaman telah dibuktikan oleh Skoog dan Thimann (1975). Dalam eksperimennya, pucuk tanaman kacang (apical bud) dibuang, sebagai akibat treatment tersebut menyebabkan tumbuhnya tunas di ketiak daun. Dari ujung tanaman yang terpotong itu diletakan blok agar yang mengandung auxin. Dari perlakuan tersebut ternyata bahwa tidak terjadi pertumbuhan tunas pada ketiak daun. Hal ini membuktikan bahwa auxin yang ada di apical bud menghambat tumbuhnya tunas lateral.
e.perpanjangan akar (root initiation)
dalam hubungannya dengan pertumbuhan akar, Luckwil (1956) telah melakukan suatu eksperimen dengan menggunakan zat kimia NAA (Naphthalene acetic acid), IAA (Indole acetid acid) dan IAN (Indole-3-acetonitrile) yang ditreatment pada kecambah kacang. Dari hasil eksperimennya diperoleh petunjuk bahwa ketiga jenis auxin ini mendorong pertumbuhan primordia akar. Perlu dikemukakan pula di sini, bahwa menurut Delvin (1975), pemberian konsentrasi IAA yang relatif tinggi pada akar, akan menyebabkan terhambatnya perpanjangan akar tetapi meningkatkan jumlah akar.
f.Pertumbuhan batang (stem growth)
Di dalam alam, hubungan antara auxin dengan pertumbuhan batang nyata erat sekali. Apabila ujung coleoptile dipotong, kemungkinan tanaman tersebut akan terhenti pertumbuhannya.
Di dalam tanaman, jaringan-jaringan muda terdapat pada apical meristem. Hubungannya dengan pertumbuhan tanaman peranan auxin sangat erat sekali. Dalam gambar diatas diperoleh petunjuk bahwa kandungan auxin yang paling tinggi terdapat pada pucuk yang paling rendah (basal).
g.Parthenocarpy
Di dalam alam sering kita menjumpai buah yang tidak berbiji. Seperti ; Anggur, Strawberry dan tanaman famili mentimun. Keadaan seperti ini disebabkan tidak dialaminya pembuahan pada perkembangan buah. Di dalam fisiologi, keadaan seperti ini dinamakan Parthenocarpy.
Di dalam proses Parthenocarpy, hormon auxin bertalian erat. Seperti dikemukakan massart (1902) hasil eksperimennya menunjukan bahwa pembengkakan dinding ovary bunga anggrek dapat distimulasi oleh tepung sari yang telah mati.
Pada tahun 1934 Yasuda berhasil menemukan penyebab Parthenocarpy dengan menggunakan ekstrak tepung sari pada bunga mentimun. Hasil analisisnya menunjukan bahwa ekstrak tersebut mengandung auxin. Selanjutnya pada tahun1936, Gustafon telah menemukan terjadinya Parthenocarpy dengan menggunakan IAA yang dicampur dengan lanolin pada stigma. Hasil penelitian Muir (1942) menunjukan pula bahwa kandungan auxin pada ovary yang mengalami pembuahan (pollination) meningkat bila dibandingkan dengan ovary yang tidak mengalami pembuahan.
h.Pertumbuhan buah (fruit growth)
Peningkatan volume buah ada hubungannya dengan pertumbuhan buah. Keadaan ini akibat hasil pembelahan sel dan/atau pengembangan sel. Menurut Weaver (1972), fase pembelahan sel biasanya overlap dengan pengembangan sel (cell enlargementh). Keadaan perkembangan ini selalu diikuti oleh peningkatan ukuran buah.
Mengenai hubungannya dengan auxin, diterangkan oleh Muller-Thurgau dalam tahun 1898 bahwa endosperma dan embrio di dalam biji menghasilkan auxin yang menstimulasi pertumbuhan endosperma. Suatu anggapan mengenai peranan auxin dalam pertumbuhan buah, telah dibuktikan oleh Crane dalam tahun 1949 dengan menggunakan 2,4, 5-T sebagai exogenous auxin yang diaplikasikan pada blak berry, anggur, strawberry dan jeruk. Hasil penelitiannya menunjukan bahwa pertumbuhan buah lebih cepat 60 hari dari fase normal rata-rata 120 hari.
i.Abscission
Abscission adalah suatu proses secara alami terjadinya pemisahan bagian/organ tanaman dari tanaman, seperti ; daun, bunga, buah atau batang.
Menurut Addicot (1964) maka dalam proses abscission ini faktor alami seperti ; dingin, panas, kekeringan, akan berpengaruh terhadap abscission. Dalam hubungannya dengan hormon tumbuh, maka mungkin hormon ini akan mendukung atau menghambat proses tersebut.
Di dalam proses abscission, akan terjadi perubahan-perubahan metabolisme dalam dinding sel dan perubahan secara kimia dari pectin dalam midle lamella.
Pembentukan lapisan abscission (abscission layer), kadang-kadang diikuti oleh susunan cell division proximal. Disini sel-sel baru akan berdiferensiasi ke dalam periderm dan membentuk suatu lapisan pelindung (Weaver, 1972).
Mengenai hubungan antara abscission dengan zat tumbuh auxin, Addicot et al (1955) mengemukakan sbb: Abscission akan terjadi apabila jumlah auxin yang ada di daerah proksimal (proximal region) sama atau lebih dari jumlah auxin yang terdapat di daerah distal (distal region). Tetapi apabila jumlah auxin yang berada di daerah distal lebih besar dari daerah proximal, maka tidak akan terjadi abscission. Dengan kata lain proses abscission ini akan terlambat.
Teori lain (Biggs dan Leopold 1957, 1958) menerangkan bahwa pengaruh auxin terhadap abscission ditentukan oleh konsentrasi auxin itu sendiri. Konsentrasi auxin yang tinggi akan menghambat terjadinya abscission, sedangkan auxin dengan konsentrasi rendah akan mempercepat terjadinya abscission.
Teori terakhir dikemukakan oleh Robinstein dan Leopold (1964) yang menerangkan bahwa respon abscission pada daun terhadap auxin dapat dibagi kedalam dua fase jika perlakuan auxin diberikan setelah daun terlepas. Fase pertama, auxin akan menghambat abscission, dan fase kedua auxin dengan konsentrasi yang sama akan mendukung terjadinya abscission.
j. Senescence
Menurut Alex Comport (1956) dalam Leopold (1961) "senescence" adalah suatu penurunan kemampuan tumbuh (viability) disertai dengan kenaikan vulnerability suatu organisme. Namun di dalam tanaman, istilah ini diartikan; menurunnya fase pertumbuhan (growth rate) dan kemampuan tumbuh (vigor) serta diikuti dengan kepekaan (susceptibility) terhadap tantangan lingkungan, penyakit atau perubahan fisik lainnya. Ciri dari fenomena ini selalu diikuti dengan kematian.
Di dalam alam, senescence terjadi pada daun, batang dan buah. Menurut Leopold (1961) ada empat bentuk senescence yang terjadi pada tanaman yaitu :
1. Semua organ tumbuh mengalami senescence (over-all senescence)
2. Senescence yang terjadi pada bagian atas (top senescence)
3. Senescence yang terjadi seluruh bagian daun dan buah (decideus senescence)
4. Senescence berkembang dari daun paling bawah menuju kearah atas (progresive senescence)
Ciri-ciri terjadinya senescence dapat ditemukan pada morfologi dan perubahan di dalam organ atau seluruh tubuh tanaman. Keadaan seperti ini diikuti oleh meningkatnya abscission serta daun dan buah berguguran dari batang pokok. Begitu pula pertumbuhan dan pigmentasi warna hijau berubah menjadi warna kuning, yang akhirnya buah dan daun terlepas dari batang pokok.
Cytokinin
Cytokinin adalah salah satu zat pengatur tumbuh yang ditemukan pada tanaman. Zat pengatur tumbuh ini mempunyai peranan dalam proses pembelahan sel (cell division).
Cytokinin pertama kali ditemukan dalam kultur jaringan di Laboratories of Skoog and Strong University of Wisconsin. Material yang dipergunakan dalam penelitian ini adalah batang tembakau yang ditumbuhkan pada medium sintesis. Menurut Miller et al (1955, 1956), senyawa yang aktif adalah kinetin (6-furfuryl amino purine). Hasil penelitian menunjukan bahwa purine adenin sangat efektif.
1. Struktur kimia Cytokinin
Bentuk dasar dari cytokinin adalah adenin (6-amino purine). Adenin merupakan bentuk dasar yang menentukan terhadap aktifitas cytokinin. Di dalam senyawa cytokinin, panjang rantai dan hadirnya suatu double bond dalam rantai tersebut akan meningkatkan aktifitas zat pengatur tumbuh ini.
2. Arti Cytokinin bagi fisiologi tanaman
Penelitian pertumbuhan pith tissue culture dengan menggunakan cytokinin dan auxin dalam berbagai perbandingan telah dilakukan oleh Weier et al (1974). Dihasilkan bahwa apabila dalam perbandingan cytokinin lebih besar dari auxin, maka hal ini akan memperlihatkan stimulasi pertumbuhan tunas dan daun. Sebaliknya apabila cytokinin lebih rendah dari auxin, maka ini akan mengakibatkan stimulasi pada pertumbuhan akar. Sedangkan apabila perbandingan cytokinin dan auxin berimbang, maka pertumbuhan tunas, daun dan akar akan berimbang pula. Tetapi apabila konsentrasi cytokinin itu sedang dan konsentrasi auxin rendah, maka keadaan pertumbuhan tobacco pith culture tersebut akan berbentuk callus.
Sedangkan dalam pembelahan sel, dikemukakan bahwa IAA dan kinetin, apabila digunakan secara tersendiri akan menstimulasi sintesis DNA dalam tobacco pith culture. Dan menurut ahli tsb, kehadiran IAA dan kinetin ini diperlukan dalam proses mitosis walaupun IAA lebih dominan pada fase tersebut.
3. Interaksi Cytokinin, Gibberellin dan Auxin dalam perkembangan tanaman
Di dalam alam tidak satu unsurpun yang berdiri sendiri. Kesemuanya berinteraksi antara satu sama lainnya, sehingga merupakan suatu sistem. Begitu pula dengan zat pengatur tumbuh.
Pada tanaman, zat pengatur tumbuh auxin, gibberellin dan cytokinin bekerja tidak sendiri-sendiri, tetapi ketiga hormon tersebut bekerja secara berinteraksi yang dicirikan dalam perkembangan tanaman.
Gibberellin
Gibberellin adalah jenis hormon tumbuh yang mula-mula diketemukan di Jepang oleh Kurosawa pada tahun 1926. Penelitian lanjutan dilakukan oleh Yabuta dan Hayashi (1939). Ia dapat mengisolasi crystalline material yang dapat menstimulasi pertumbuhan pada akar kecambah. Dalam tahun 1951, Stodola dkk melakukan penelitian terhadap substansi ini dan menghasilkan "Gibberelline A" dan "Gibberelline X". adapun hasil penelitian lanjutannya menghasilkan GA1, GA2, dan GA3.
Pada saat yang sama dilakukan pula penelitian di Laboratory of the Imperial Chemical Industries di Inggris sehingga menghasilkan GA3 (Cross, 1954 dalam Weaver 1972). Nama Gibberellin acid untuk zat tersebut telah disepakati oleh kelompok peneliti itu sehingga populer sampai sekarang.
Kejadian di dalam alam.
Di dalam alam telah ditemukan lebih dari sepuluh buah jenis gibberellin. Menurut Mac Millan dan Takashashi (1968), Kang (1970) dan Weaver (1972), gibberellin ada yang diketemukan dalam jamur Gibberella Fujikuroi, ada yang diketemukan pada tanaman tinggi dan ada juga yang diketemukan pada keduanya.
Jenis gibberellin yang diketemukan pada jamur yaitu ; GA1, GA2, GA3, GA4, GA7, GA9, s.d GA16, GA24, GA25, GA36. Sedangkan jenis gibberellin yang diketemukan pada tanaman derajat tinggi yaitu ; GA1, s.d GA9, GA13, GA17, s.d GA23, GA26, s.d GA35. Dan yang terakhir yaitu gibberellin yang diketemukan pada jamur dan tanaman derajat tinggi yaitu ; GA1, s.d GA4, GA7, GA9, dan GA13.
Gibberellin ; GA1 s.d GA5, GA7 s.d GA9, GA19, GA20, GA26, GA27, dan GA29 diketemukan pada Pharbitis nil, GA1, GA5, GA8, GA9, GA13, diketemukan pada umbi tulip, kemudian GA3, GA4, GA7, diketemukan pada anggur, GA18, GA19, GA20, diketemukan pada pucuk bambu, GA3, GA4, GA7, dijumpai pada biji apel, selanjutnya GA21, dan GA22, dijumpai pada sword bean. Pada tanaman lain yaitu : Lipinus lutens (GA18, GA23, GA28), pada pucuk tanaman jeruk dan biji mentimun diketemukan GA1, tebu (GA5), pisang (GA7), kacang, jagung, barley wheat diketemukan GA1. Adapun pada tanaman Phaseolus coclirecus diketemukan ; GA1, GA3 s.d GA6, GA8, GA13, GA17, dan GA20. Kemudian pada Rudbeckia bicolor diketemukan ; GA1, GA4, GA7, s.d GA9. Dan yang terakhir yaitu pada Calonyction aculeatum diketemukan : GA30, GA31, GA33, dan GA34. Hasil penelitian Meizger dan Zeivaart (1980) menunjukan bahwa pada pucuk bayam (spinach) didapatkan gibberellin ; GA53, GA44, GA19, GA17, GA20, dan GA29,.
Metabolisme Gibberelline
Gibberellin adalah zat kimia yang dikelompokan kedalam terpinoid. Semua kelompok terpinoid terbentuk dari unit isoprene yang terdiri dari 5 atom karbon.
C
C - C - C
C
Unit Isoprene (5-C)
Unit-unit isoprene ini dapat bergabung sehingga menghasilkan monoterpene (C-10), Sesqueterpene (C-15), diterpene (C-20) dan triterpene (C-30).
Biosintesis gibberelline yang terdapat dalam jamur Gibberella Fujikuroi berproses dari Mevalonic acid sampai menjadi gibberellin. Di dalam proses biosintesis telah diketemukan zat penghambat (growth retardant) di dalam aktivitas ini. Beberapa contoh growth retardant yang menghambat biosintesis gibberelline pada tanaman antara lain Amo-1618 (2-isopropil-4-dimetil-kamine-5 metil phenil-4pipendine karboksilatmetil klorida) menghambat biosintesis gibberelline pada tanaman mentimun liar (Exhmocytis macrocarpa). Amo-1618 menghambat dalam proses perubahan dari Geranylgeranyl pyrophosphat ke Kaurene. Begitu pula growth retardant CCC (2-chloroethyl) trimethyl (-amonium chloride) memperlihatkan aktivitas yang sama dengan Amo-1618.
Struktur molekul dan aktivitas gibberelline
a.Gibberelline merupakan suatu compound (senyawa) yang mengandung "gibban skeleton".
Menurut Weaver (1972), perbedaan utama pada gibberelline adalah:
beberapa gibberelline mempunyai 19 buah atom karbon dan yang lainnya mempunyai 20 buah atom karbon.
b.Grup hidroksil berada dalam posisi 3 dan 13 (ent gibberellene numbering system)
Semua gibberelline dengan 19 atom karbon adalah monocarboxylic acid yang mengandung COOH grup pada posisi 7 dan mempunyai sebuah lactonering.
Di dalam alam, dijumpai pula beberapa senyawa yang di ekstrak dari tanaman. Senyawa tersebut tidak mengandung gibberelline atau gibberellane structure tetapi termasuk ke dalam gibberelline. Dari hasil penelitian Tamura dkk, ia menemukan suatu substansi dalam jamur Helminthosporium sativum yang dinamakan "helminthosporol" yang aktif dalam perpanjangan daun pada kecambah padi dan barley. Senyawa lain yang ditemukan tanpa gibban skeleton yaitu "Steviol", namun aktivitasnya seperti gibberelline.
Arti gibberellin bagi fisiologi tanaman
Gibberellin sebagai hormon tumbuh pada tanaman sangat berpengaruh pada sifat genetik (genetic dwarfism), pembuangan, penyinaran, partohenocarpy, mobilisasi karbohidrat selama perkecambahan (germination) dan aspek fisiologi kainnya. Gibberelline mempunyai peranan dalam mendukung perpanjangan sel (cell elongation), aktivitas kambium dan mendukung pembentukan RNA baru serta sintesa protein.
a. Genetic dwarfism
Genetic dwarfism adalah suatu gejala kerdil yang disebabkan oleh adanya mutasi. Gejala ini terlihat dari memendeknya internode. Terhadap Genetic dwarfism ini, gibberelline mampu merubah tanaman yang kerdil menjadi tinggi. Hal ini telah dibuktikan oleh Brian dan Hemming (1955). Dalam eksperimennya mereka telah memberi perlakuan penyemprotan gibberellic acid pada berbagai varietas kacang. Hasil dari eksperimen ini menunjukan bahwa gibberellic acid berpengaruh terhadap tanaman kacang yang kerdil dan menjadi tinggi.
Mengenai hubungannya dengan cell elengation, dikemukakan bahwa gibbberelline mendukung pengembangan dinding sel.
Menurut van Oberbeek (1966) penggunaan gibberelline akan mendukung pembentukan enzym protolictic yang akan membebaskan tryptophan sebagai asal bentuk dari auxin. Hal ini berarti bahwa kehadiran gibberelline tersebut akan meningkatkan kandungan auxin.
Mekanisme lain menerangkan bahwa gibberelline akan menstimulasi cell elengation, karena adanya hidrolisa pati yang dihasilkan dari gibberelline, akan mendukung terbentuknya a amilase. Sebagai akibat dari proses tersebut, maka konsentrasi gula meningkat yang mengakibatkan tekanan osmotik di dalam sel menjadi nai, sehingga ada kecenderungan sel tersebut berkembang.
b. Pembungaan (flowering)
Gibbereline sebagai salah satu hormon tumbuh pada tanaman, mempunyai peranan dalam pembungaan. Penelitian yang dilakukan Henny (1981) pada bungan spothiphyllum Mauna loa. Dengan memberikan perlakuan GA3 dengan dosis: 250, 500 dan 1000 mg/l. hasil eksperimen tsb dapat dilihat pada tabel dibawah.
c.Parthenocarpy dan fruit set
Seperti auxin, gibberelline pun berpengaruh terhadap Parthenocarpy. Hasil penelitian menunjukan bahwa gibberellic acid (GA3) lebih efektif dalam terjadinya Parthenocarpy dibanding dengan auxin yang dilakukan pada blueberry. Hasil eksperimen lain menunjukan pula bahwa GA3 dapat meningkatkan tandan buah (fruit set) dan hasil.
d. Peranan Gibberellin dalam pematangan buah (fruit ripening)
Pematangan (ripening) adalah suatu proses fisiologis, yaitu terjadinya perubahan dari kondisi yang tidak menguntungkan ke suatu kondisi yang menguntungkan, ditandai dengan perubahan tekstur, warna, rasa dan aroma.
Dalam proses pematangan ini, gibberelline mempunyai peran penting yaitu mampu mengundurkan pematangan (repening) dan pemasakan (maturing) suatu jenis buah.
Dari hasil penelitian menunjukan aplikasi gibberelline pada buah tomat dapat memperlambat pematangan buah, sedangkan gibberellic acid yang diterapkan pada buah pisang matang, ternyata pemasakannya dapat ditunda.
e. Mobilisasi bahan makanan selama fase perkecambahan (germination)
Biji cerealia terdiri dari embrio dan endosperm. Didalam endosperm terdapat masa pati (starch) yang dikelilingi oleh suatu lapisan "aleuron".. sedangkan embrio itu sendiri merupakan suatu bagian hidup yang suatu saat akan menjadi dewasa. Pertumbuhan embrio selama perkecambahan bergantung pada persiapan bahan makanan yang berada di dalam endosperm. Untuk keperluan kelangsungan hidup embrio maka terjadilah penguraian secara enzimatik yaitu terjadi perubahanpati menjadi gula yang selanjutnya ditranslokasikan ke embrio sebagai sumber energi untuk pertumbuhannya.
Dari hasil penelitian menunjukan bahwa gibberelline berperan penting dalam proses aktivitas amilase. Hal ini telah dibuktikan dengan menggunakan GA yang mengakibatkan aktivitas amilase miningkat.
Aktivitas enzym a amilase dan protease di dalam endosperm juga didukung oleh GA melalui de novo synthesis. Hal ini ada hubungannya dengan terbentuknya DNA baru yang kemudian menghasilkan RNA.
f. Stimulasi aktivitas cambium dan perkembangn xylem
Gibberelline mempunyai peranan dalam aktivitas kambium dan perkembangn xylem. Aplikasi GA3 dengan konsentrasi 100, 250, dan 500 ppm mendukung terjadinya diferensiasi xylem pada pucuk olive. Begitu pula dengan mengadakan aplikasi GA3 + IAA dengan konsentrasi masing-masing 250 dan 500 ppm, maka terjadi pengaruh sinergis pada xylem. Sedangkan aplikasi auxin saja tidak memberi pengaruh pada tanaman.
g. DormansI
Dormansi adalah masa istirahat bagi suatu organ tanaman atau biji. Menurut Copeland (1976), dormansi adalah kemampuan biji untuk mengundurkan fase perkecambahannya hingga saat dan tempat itu menguntungkan untuk tumbuh.
Secara umum terjadinya dormansi adalah disebabkan oleh faktor luar dan faktor dalam. Faktor yang menyebabkan dormansi pada biji adalah sbb:
1. tidak sempurnanya embrio (rudimentery embriyo)
2. embrio yang belum matang secara fisikologis (physiological immature embriyo)
3. kulit biji yang tebal (tahan terhadap gerakan mekanis)
4. kulit biji impermeable ( impermeable seed coat)
5. adanya zat penghambat (inhibitor) untuk perkecambahan (presence of germination inhibitors).
Fase yang terjadi dalam dorminasi biji, menurut Amen (1968) ada empat fase yang harus dilalui :
1. fase induksi, ditandai dengan terjadinya penurunan jumlah hormon (hormon level)
2. fase tertundanya metabolisme (a period of partial metabolic arrest)
3. fase bertahannya embrio untuk berkecambah karena faktor lingkungan yang tidak menguntungkan.
4. Perkecambahan (germination), ditandai dengan meningkatnya hormon dan aktivitas enzym.
Peranan hormon tumbuh di dalam biji yang mengalami dorminasi telah dibahas oleh warner (1967) yang mengatakan bahwa GA3 dapat menstimulasi sintesis ribonukleas, amilase dan protoase di dalam endospem biji barley.
